Endospore Talage – Wikipedia wiki

Tache endospore sur Bacillus subtilis . La spore est tachée de vert et la cellule végétative est tachée d’une couleur rouge rosâtre.

Coloration endospore est une technique utilisée dans la bactériologie pour identifier la présence d’endospores dans un échantillon bactérien. ^[d’abord] Dans les bactéries, les endospores sont des structures de protection utilisées pour survivre à des conditions extrêmes, y compris des températures élevées, ce qui les rend très résistantes aux produits chimiques. ^[2] Les endospores contiennent peu ou pas d’ATP, ce qui indique à quel point ils peuvent être en sommeil. Les endospores contiennent un revêtement extérieur difficile composé de kératine qui les protège de l’ADN nucléique ainsi que d’autres adaptations. Les endospores sont capables de se remerger en cellules végétatives, ce qui fournit une nature protectrice qui les rend difficiles à tacher en utilisant des techniques normales telles que la simple coloration et la coloration à gramme. Les techniques spéciales pour la coloration endospore comprennent la tache Schaeffer – Fulton et la tache Moeller.

Histoire [ modifier ]]

Les endospores ont été étudiées pour la première fois en 1876 par les scientifiques Cohn et Koch. ^[3] Il a été constaté que les endospores ne pouvaient pas être colorées à l’aide de taches simples telles que le bleu de méthylène, la safranine et le carbol fuchsin. Ces scientifiques, ainsi que quelques autres, ont découvert que les spores étaient dormantes et résistantes à la chaleur. Au début des années 1900, les chercheurs tentaient de trouver des méthodes alternatives pour améliorer les maladies et les infections de ces endospores. ^[3]

En 1922, Dorner a publié une méthode de coloration des endospores. Il a trouvé une technique de coloration différentielle où les endospores apparaissent vertes et les cellules végétatives apparaissent en rouge rosâtre. ^[4] Dorner a utilisé la chaleur comme étape du processus, mais cela prenait du temps, donc en 1933, Schaeffer et Fulton ont modifié sa méthode.

Schaeffer et Fulton ont rendu le processus de chauffage beaucoup plus rapidement en utilisant un brûleur Bunsen. Bien que cette méthode n’ait pas été la plus bénéfique, elle était beaucoup plus pratique que la méthode de Dorner. Cette méthode améliorée a fourni un test plus rapide et plus facile et a permis aux spores d’être plus sensibles aux colorants. ^[4] À ce jour, la tache de Schaeffer-fulton est toujours réalisée pour aider à identifier les bactéries.

Exemples [ modifier ]]

Les endospores peuvent durer des décennies dans plusieurs conditions difficiles, comme le séchage et le gel. En effet, l’ADN à l’intérieur de l’endospore est capable de survivre sur une longue période. La plupart des bactéries sont incapables de former des endospores en raison de leur haute résistance, mais certaines espèces communes sont les genres Bacille (plus de 100 espèces) et Clostridium (plus de 160 espèces). ^[2]

– Bacillus anthraces, qui provoque l’anthrax ^[5]

– Bacillus cereus – peut provoquer deux types d’intoxication alimentaire: émétique et diarrhéique ^[2]

-Bacillus subtilis- trouvé dans le sol ^[5]

– Clostridium tetani , – Spore qui provoque la mâchoire de verrouillage (tétanos) et une paralysie rigide.

– Clostridium botulinum- Spore trouvés dans les aliments qui n’ont pas été correctement en conserve. Clostridium botulinum est parfois vendu sous forme de botox et empêche la transmission nerveuse.

-Clostridium difficile- Provoque une inflammation dans le côlon, le plus souvent à partir d’autres antibiotiques. Les symptômes comprennent la diarrhée, la douleur au ventre et la fièvre. ^[6]

Forme et emplacement [ modifier ]]

Les types d’endospores qui peuvent être identifiés comprennent les endospores libres, les endospores centrales (milieu de la cellule), les endospores subterminales (entre l’extrémité et le milieu de la cellule) et les endospores terminales (fin de la cellule). Il peut également y avoir une combinaison de terminal ou de subterminal. Les endospores peuvent être différenciées en fonction de la forme, sphériques ou elliptiques (ovales), de taille par rapport à la cellule, et si elles font que la cellule a l’air gonflée ou non. ^[2]

Mécanisme de coloration [ modifier ]]

Dans la méthode de coloration de Schaeffer-Fulton, une tache primaire contenant du vert malachite est forcée dans les spores en faisant cuire les bactéries. Le vert malachite peut être laissé sur la diapositive pendant 15 minutes ou plus pour tacher les spores. Il faut beaucoup de temps aux spores pour tacher en raison de leur densité, donc la chaleur agit comme le mordant lors de l’exécution de cette teinture différentielle. Le vert malachite est soluble dans l’eau afin que les cellules végétatives et les cellules mère des spores puissent être décolorisées avec de l’eau distillée et contre-colorée avec 0,5% de safranine. ^[7] En fin de compte, un frottis approprié montrerait l’endospore comme un point vert dans une cellule rouge ou rose. ^[2]

Mycobacterium est un obstacle confronté à ce type de processus de coloration car il tachera toujours le vert même s’il ne produit aucune endospore. Cela est dû à sa paroi cellulaire cireuse qui conserve le colorant vert malachite même après le processus de décoloration. Un autre type de coloration appelée coloration rapide acide devra être effectuée afin d’obtenir plus d’informations sur ce type particulier de bactérie.

Procédure de coloration ^[2] [ modifier ]]

1. À l’aide de la technique aseptique, préparez et préparez et la chaleur séchée à l’air glisse fixe avec l’organisme souhaité.
2. Préparez un bain d’eau bouillante.
3. Couvrir le toboggan avec un morceau de serviette en papier et placer sur une grille de coloration sur le bain-marie.
4. Inonder la serviette en papier sur la lame avec du vert malachite (tache primaire).
5. Capinez la diapositive pendant 5 à 7 minutes (mordant).
6. Une fois le temps écoulé, retirez soigneusement le glissement du bain-marie à l’aide de pinces. Enlevez Papertowel.
7. Laissez la diapositive refroidir, puis en utilisant les pinces sur le rack de coloration, rincez doucement avec de l’eau distillée jusqu’à ce que le ruissellement soit clair (décoloriseur).
8. Versez tout excès d’eau et placez-le sur la grille de coloration et inondez de safranine (contre-étanchez) pendant une minute.
9. Rincez tout excès de safranine doucement avec de l’eau distillée et sèche soigneusement sécher les deux côtés.
10. Lorsque la diapositive est sèche, affichez la diapositive sous le microscope sous l’objectif d’immersion d’huile (100x).

Les références [ modifier ]]