Test phénotypique des mycobactéries – wikipedia wiki
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En microbiologie, le Test phénotypique des mycobactéries utilise un certain nombre de méthodes. Les tests phénotypiques les plus utilisés pour identifier et distinguer Mycobacterium Les souches et les espèces les unes des autres sont décrites ci-dessous.
- Acétamide comme seuls sources C et N
Médias : Kh 2 APRÈS 4 (0,5 g), mgso> 4 * 7h 2 0 (0,5 g), gélose purifiée (20 g), eau distillée (1000 ml). Le milieu est complété en acétamide à une concentration finale de 0,02 m, ajusté à un pH de 7,0 et stérilisé par autoclavage à 115 ° C pendant 30 minutes. Après incliné, le milieu est inoculé avec une boucle des cultures et incubé. La croissance est lue après incubation pendant deux semaines (producteurs rapides) ou quatre semaines (producteurs lents). [d’abord]
- Test de l’arylsulfatase
L’enzyme de l’arylsulfatase est présente dans la plupart des mycobactéries. La vitesse par laquelle l’enzyme de l’arylsulfatase décompose le disulfate de phénolphtaléine en phénolphtaléine (qui forme une couleur rouge en présence de bicarbonate de sodium) et d’autres sels est utilisé pour différencier certaines souches de mycobactéries. Le test d’arylsulfatase à 3 jours est utilisé pour identifier les producteurs rapides potentiellement pathogènes tels que M. fortutum et M. chelonae. M. marinum à croissance lente et M. Szulgai sont positifs dans le test de l’arylsulfatase de 14 jours. [2]
- Catalase, activité semi-quantitative
La plupart des mycobactéries produisent l’enzyme catalase, mais elles varient dans la quantité produite. De plus, certaines formes de catalase sont inactivées par chauffage à 68 ° C pendant 20 minutes (d’autres sont stables). Les organismes produisant l’enzyme catalase ont la capacité de décomposer le peroxyde d’hydrogène dans l’eau et l’oxygène libre. Le test diffère de celui utilisé pour détecter la catalase dans d’autres types de bactéries en utilisant 30% de peroxyde d’hydrogène dans une forte solution de détergent (10% de polysorbate 80). [d’abord]
- Citrate
SOLE SOURCE DE CARBON [d’abord]
- Milieu de l’oeuf
Croissance sur Löwenstein – Jen Medium (médium LJ)
- L-glutamate
Sole du carbone et de la source d’azote [d’abord]
- Taux de croissance
Le taux de croissance est la durée nécessaire pour former des colonies matures visibles sans grossissement sur des milieux solides. Les mycobactéries formant des colonies visibles à l’œil nu dans les sept jours sur la sous-culture sont connues sous le nom de producteurs rapides, tandis que ceux qui nécessitent des périodes plus longues sont appelés producteurs lents. [3]
- Absorption de fer
La capacité de prendre du fer à partir d’un fer inorganique contenant un réactif aide à différencier certaines espèces de mycobactéries. [d’abord]
- Médium du crâne
Lebek est un milieu semi-solide utilisé pour tester les préférences d’oxygène des isolats mycobactériens. La croissance aérophile est indiquée par la croissance sur (et au-dessus) la surface de la paroi de verre du tube; La croissance microaérophile est indiquée par une croissance sous la surface. [4]
- Agar MacConkey sans cristal violet
- [5]
- Accumulation de niacine (méthode de bande de papier)
La niacine est formée comme un sous-produit métabolique par toutes les mycobactéries, mais certaines espèces possèdent une enzyme qui convertit la niacine libre en niacine ribonucléotide. M. tuberculosis (et certaines autres espèces) n’ont pas cette enzyme et accumulent la niacine comme sous-produit soluble dans l’eau dans le milieu de culture. [d’abord]
- Réduction de nitrate
Les mycobactéries contenant de la nitréductase catalysent la réduction du nitrate au nitrite. La présence de nitrite dans le milieu d’essai est détectée par addition de sulfanilamide et de N-naphthethyléléniamine. Si du nitrate est présent, un colorant de diazonium rouge est formé. [d’abord]
- Photoréactivité des mycobactéries;
Certaines mycobactéries produisent des pigments caroténoïdes sans lumière; D’autres nécessitent une photoactivation pour la production de pigments. Les photochromogènes produisent des colonies non pigmentées lorsqu’elles sont cultivées dans l’obscurité et les colonies pigmentées après exposition à la lumière et à la réincubation. Les écotochromogènes produisent des colonies jaune profonde à orange lorsqu’elles sont cultivées dans la lumière ou l’obscurité. Les non-photochromogènes ne sont pas pigmentés dans la lumière et l’obscurité ou ont un pigment jaune pâle, buff ou bronzé qui ne s’intensifie pas après une exposition à la lumière. [3]
- Tolérance au picrate
Se développe sur une gélose sauton contenant de l’acide picrique (0,2% p / v) après trois semaines [d’abord]
- Pigmentation
Certaines mycobactéries produisent des pigments caroténoïdes sans lumière; D’autres nécessitent une photoactivation pour la production de pigments (voir la photoréactivité ci-dessus). [3]
- Sensibilité au pyrazinamide (PZA)
La désamidation du pyrazinamide en acide pyrazinoique (supposée être la composante active du médicament pyrazinamide) en quatre jours est une caractéristique physiologique utile par laquelle M. tuberculosis -Les membres du complex peuvent être distingués. [d’abord]
- Tolérance au chlorure de sodium
Croissance sur le milieu LJ contenant 5% de NaCl [d’abord]
- Sensibilité à l’hydrazide acide du thiophène-2carboxylique (TCH)
La croissance de M. Bovis et le sous-type II de M. africanum est inhibé par l’hydrazide d’acide thiophène-2carboxylique; croissance de M. tuberculosis et Marcus africain Le sous-type I n’est pas inhibé. [d’abord]
- Hydrolyse de polysorbate 80
Un test de lipase utilisant du polysorbate 80 (polyoxyéthylène sorbitan monoolate, un détergent). Certaines mycobactéries possèdent une lipase qui la divise en acide oléique et en sorbitol polyoxyéthylé. La solution d’essai contient également du phénol rouge, qui est stabilisé par le polysorbate 80; Lorsque le dernier 80 est hydrolysé, le rouge phénol passe du jaune au rose. [d’abord]
- Uréase (adaptation aux mycobactéries)
Avec une boucle d’inoculation, plusieurs boucles de colonies d’essai de mycobactéries sont transférées à 0,5 ml de substrat d’uréase, mélangées à émulsives et incubées à 35 ° C pendant trois jours; Un changement de couleur (du jaune ambre au rouge rose) est recherché. [d’abord]
Les références [ modifier ]]
- ^ un b c d C’est F g H je J k l m Koneman, E. (1988). Microbiologie diagnostique . Philadelphie: J.B. Lippincott.
- ^ Acharya, Tankeshwar. “Méthodes biochimiques clés utilisées pour distinguer le groupe mycobactérien” ” . Récupéré 21 novembre 2014 .
- ^ un b c Metchock, B.G; Nolte, F.S.; Wallace, R.J. (1999). “Mycobacterium”. À Murray, P.R.; Baron, E.J.; Paler, M.A.; Tenover, F.C.; Yolken, R.H. (éd.). Manuel de microbiologie clinique . Washington, D.C.: ASM Press. pp. 399–427.
- ^ Institut allemand pour la normalisation (1993). “Partie 9: Exigences minimales pour l’identification des bacilles tuberculeux”. Microbiologie médicale: diagnostic de tuberculose . Berlin: Beuth Verlag (DIN 58943-9).
- ^ M. Tsukamura. “Classification adansonienne des mycobactéries” . Journal of General Microbiology . 45 : 252–273. est ce que je: 10.1099 / 00221287-45-2-253 .
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