Primärtranskript – Wikipedia

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Durch Transkription produzierte RNA

Prä-mRNA ist die erste Form von RNA, die durch Transkription in der Proteinsynthese erzeugt wird. Der Prä-mRNA fehlen Strukturen, die die Messenger-RNA (mRNA) benötigt. Zunächst müssen alle Introns durch einen als Spleißen bekannten Prozess aus der transkribierten RNA entfernt werden. Bevor die RNA für den Export bereit ist, wird ein Poly (A) -Schwanz am 3′-Ende der RNA und eine 5′-Kappe am 5′-Ende hinzugefügt.

Mikroskopische Aufnahme der Gentranskription von ribosomaler RNA, die die wachsenden primären Transkripte veranschaulicht

EIN Primärtranskript ist das einzelsträngige Ribonukleinsäure (RNA) -Produkt, das durch Transkription von DNA synthetisiert und zu verschiedenen reifen RNA-Produkten wie mRNAs, tRNAs und rRNAs verarbeitet wird. Die als mRNAs bezeichneten primären Transkripte werden zur Vorbereitung der Translation modifiziert. Zum Beispiel a Vorläufer-mRNA (Prä-mRNA) ist eine Art primäres Transkript, das nach der Verarbeitung zu einer Messenger-RNA (mRNA) wird.

Prä-mRNA wird aus einer DNA-Matrize im Zellkern durch Transkription synthetisiert. Prä-mRNA umfasst den Großteil von heterogene Kern-RNA (hnRNA). Sobald die Prä-mRNA vollständig verarbeitet wurde, wird sie als “reife Messenger-RNA” oder einfach als “Messenger-RNA” bezeichnet. Der Begriff hnRNA wird häufig als Synonym für Prä-mRNA verwendet, obwohl hnRNA im engeren Sinne nukleare RNA-Transkripte enthalten kann, die nicht als cytoplasmatische mRNA enden.

Es gibt mehrere Schritte, die zur Herstellung von Primärtranskripten beitragen. Alle diese Schritte beinhalten eine Reihe von Wechselwirkungen, um die Transkription von DNA im Kern von Eukaryoten zu initiieren und zu vervollständigen. Bestimmte Faktoren spielen eine Schlüsselrolle bei der Aktivierung und Hemmung der Transkription, wo sie die primäre Transkriptproduktion regulieren. Die Transkription erzeugt primäre Transkripte, die durch verschiedene Prozesse weiter modifiziert werden. Diese Verfahren umfassen die 5′-Kappe, die 3′-Polyadenylierung und das alternative Spleißen. Insbesondere das alternative Spleißen trägt direkt zur Diversität der in Zellen gefundenen mRNA bei. Die Modifikationen von Primärtranskripten wurden in der Forschung weiter untersucht, um die Rolle und Bedeutung dieser Transkripte besser zu kennen. Experimentelle Studien, die auf molekularen Veränderungen der Primärtranskripte und den Prozessen vor und nach der Transkription basieren, haben zu einem besseren Verständnis von Krankheiten geführt, an denen Primärtranskripte beteiligt sind.

Produktion[edit]

Die Schritte, die zur Produktion von Primärtranskripten beitragen, umfassen eine Reihe molekularer Wechselwirkungen, die die Transkription von DNA im Zellkern initiieren. Basierend auf den Bedürfnissen einer bestimmten Zelle werden bestimmte DNA-Sequenzen transkribiert, um eine Vielzahl von RNA-Produkten zu produzieren, die zur zellulären Verwendung in funktionelle Proteine ​​übersetzt werden. Um den Transkriptionsprozess im Zellkern zu initiieren, werden DNA-Doppelhelices abgewickelt und Wasserstoffbrückenbindungen, die kompatible DNA-Nukleinsäuren verbinden, werden aufgebrochen, um zwei nicht verbundene einzelne DNA-Stränge zu erzeugen.[1] Ein Strang der DNA-Matrize wird zur Transkription der einzelsträngigen primären Transkript-mRNA verwendet. Dieser DNA-Strang wird durch eine RNA-Polymerase an der Promotorregion der DNA gebunden.[2]

Transkription von DNA durch RNA-Polymerase zur Herstellung des Primärtranskripts

In Eukaryoten werden drei Arten von RNA – rRNA, tRNA und mRNA – basierend auf der Aktivität von drei verschiedenen RNA-Polymerasen hergestellt, während in Prokaryoten nur eine RNA-Polymerase existiert, um alle Arten von RNA-Molekülen zu erzeugen.[3] Die RNA-Polymerase II von Eukaryoten transkribiert das Primärtranskript, ein Transkript, das zur Verarbeitung zu mRNA bestimmt ist, von der Antisense-DNA-Matrize in 5′- bis 3′-Richtung, und dieses neu synthetisierte Primärtranskript ist komplementär zum Antisense-DNA-Strang.[1] Die RNA-Polymerase II konstruiert das primäre Transkript unter Verwendung eines Satzes von vier spezifischen Ribonukleosidmonophosphatresten (Adenosinmonophosphat (AMP), Cytidinmonophosphat (CMP), Guanosinmonophosphat (GMP) und Uridinmonophosphat (UMP)), die kontinuierlich zu den 3 ‘hinzugefügt werden Hydroxylgruppe am 3’-Ende der wachsenden mRNA.[1]

Studien von Primärtranskripten, die durch RNA-Polymerase II hergestellt wurden, zeigen, dass ein durchschnittliches Primärtranskript 7.000 Nukleotide lang ist, wobei einige bis zu 20.000 Nukleotide lang werden.[2] Der Einschluss von Exon- und Intronsequenzen in Primärtranskripte erklärt den Größenunterschied zwischen größeren Primärtranskripten und kleinerer, reifer mRNA, die zur Translation in Protein bereit ist.

Verordnung[edit]

Eine Reihe von Faktoren tragen zur Aktivierung und Hemmung der Transkription bei und regulieren daher die Produktion von Primärtranskripten aus einer bestimmten DNA-Matrize.

Aktivierung Die Aktivität der RNA-Polymerase zur Herstellung von Primärtranskripten wird häufig durch DNA-Sequenzen gesteuert, die als Enhancer bezeichnet werden. Transkriptionsfaktoren, Proteine, die an DNA-Elemente binden, um die Transkription entweder zu aktivieren oder zu unterdrücken, binden an Enhancer und rekrutieren Enzyme, die Nukleosomenkomponenten verändern, wodurch DNA für die RNA-Polymerase entweder mehr oder weniger zugänglich wird. Die einzigartigen Kombinationen von entweder aktivierenden oder inhibierenden Transkriptionsfaktoren, die an Enhancer-DNA-Regionen binden, bestimmen, ob das Gen, mit dem Enhancer interagiert, für die Transkription aktiviert wird oder nicht.[4] Die Aktivierung der Transkription hängt davon ab, ob der Transkriptionsverlängerungskomplex, der selbst aus einer Vielzahl von Transkriptionsfaktoren besteht, die RNA-Polymerase dazu veranlassen kann, vom Mediator-Komplex zu dissoziieren, der eine Enhancer-Region mit dem Promotor verbindet.[4]

Rolle von Transkriptionsfaktoren und Enhancern bei der Regulation der Genexpression

Hemmung der RNA-Polymeraseaktivität kann auch durch DNA-Sequenzen reguliert werden, die als Schalldämpfer bezeichnet werden. Wie Enhancer können sich Schalldämpfer an Stellen befinden, die weiter stromaufwärts oder stromabwärts von den von ihnen regulierten Genen liegen. Diese DNA-Sequenzen binden an Faktoren, die zur Destabilisierung des Initiationskomplexes beitragen, der zur Aktivierung der RNA-Polymerase erforderlich ist, und hemmen daher die Transkription.[5]

Die Histonmodifikation durch Transkriptionsfaktoren ist ein weiterer wichtiger regulatorischer Faktor für die Transkription durch RNA-Polymerase. Im Allgemeinen aktivieren Faktoren, die zur Histonacetylierung führen, die Transkription, während Faktoren, die zur Histondeacetylierung führen, die Transkription hemmen.[6] Die Acetylierung von Histonen induziert die Abstoßung zwischen negativen Komponenten innerhalb der Nukleosomen, was den Zugang zur RNA-Polymerase ermöglicht. Die Deacetylierung von Histonen stabilisiert eng gewickelte Nukleosomen und hemmt den Zugang zur RNA-Polymerase. Zusätzlich zu Acetylierungsmustern von Histonen können Methylierungsmuster an Promotorregionen der DNA den Zugang der RNA-Polymerase zu einer bestimmten Matrize regulieren. RNA-Polymerase ist häufig nicht in der Lage, ein primäres Transkript zu synthetisieren, wenn die Promotorregion des Zielgens spezifische methylierte Cytosine enthält – Reste, die die Bindung transkriptionsaktivierender Faktoren behindern und andere Enzyme rekrutieren, um eine fest gebundene Nukleosomenstruktur zu stabilisieren, den Zugang zur RNA-Polymerase auszuschließen und die zu verhindern Herstellung von Primärtranskripten.[4]

R-Loops[edit]

Während der Transkription werden R-Schleifen gebildet. Eine R-Schleife ist eine dreisträngige Nukleinsäurestruktur, die eine DNA-RNA-Hybridregion und eine assoziierte einzelsträngige DNA ohne Matrize enthält. Aktiv transkribierte DNA-Regionen bilden häufig R-Schleifen, die für DNA-Schäden anfällig sind. Introns reduzieren die Bildung von R-Loops und DNA-Schäden in hochexprimierten Hefegenen.[7]

RNA-Verarbeitung[edit]

Die Transkription, eine stark regulierte Phase der Genexpression, produziert primäre Transkripte. Die Transkription ist jedoch nur der erste Schritt, dem viele Modifikationen folgen sollten, die funktionelle Formen von RNAs ergeben.[8] Andernfalls werden die neu synthetisierten Primärtranskripte auf verschiedene Weise modifiziert, um in ihre reifen, funktionellen Formen umgewandelt zu werden, um verschiedene Proteine ​​und RNAs wie mRNA, tRNA und rRNA zu produzieren.

wird bearbeitet[edit]

Der grundlegende primäre Transkriptmodifikationsprozess ist für tRNA und rRNA sowohl in eukaryotischen als auch in prokaryotischen Zellen ähnlich. Andererseits variiert die primäre Transkriptverarbeitung in mRNAs von prokaryotischen und eukaryotischen Zellen.[8] Beispielsweise dienen einige prokaryotische bakterielle mRNAs als Matrizen für die Synthese von Proteinen, während sie gleichzeitig über die Transkription hergestellt werden. Alternativ dazu erfährt die Prä-mRNA von eukaryotischen Zellen vor ihrem Transport vom Zellkern zum Zytoplasma, wo ihre reifen Formen translatiert werden, eine Vielzahl von Modifikationen.[8] Diese Änderungen sind für die verschiedenen Arten von codierten Nachrichten verantwortlich, die zur Übersetzung verschiedener Arten von Produkten führen. Darüber hinaus bietet die primäre Transkriptverarbeitung eine Kontrolle für die Genexpression sowie einen Regulationsmechanismus für die Abbauraten von mRNAs. Die Verarbeitung von Prä-mRNA in eukaryotischen Zellen umfasst 5′-Capping, 3′-Polyadenylierung und alternatives Spleißen.

5 ‘Verschließen[edit]

Kurz nachdem die Transkription in Eukaryoten begonnen hat, wird das 5′-Ende einer Prä-mRNA durch Zugabe einer 7-Methylguanosin-Kappe, auch als 5′-Kappe bekannt, modifiziert.[8] Die 5′-Capping-Modifikation wird durch Addition eines GTP an das 5′-terminale Nukleotid der Prä-mRNA in umgekehrter Orientierung und anschließende Addition von Methylgruppen an den G-Rest initiiert.[8] 5′-Capping ist für die Produktion von funktionellen mRNAs essentiell, da das 5′-Capping für die Ausrichtung der mRNA mit dem Ribosom während der Translation verantwortlich ist.[8]

Polyadenylierung[edit]

Bei Eukaryoten modifiziert die Polyadenylierung Prä-mRNAs weiter, während derer eine Struktur hinzugefügt wird, die als Poly-A-Schwanz bezeichnet wird.[8] Signale für die Polyadenylierung, die mehrere RNA-Sequenzelemente enthalten, werden von einer Gruppe von Proteinen nachgewiesen, die die Zugabe des Poly-A-Schwanzes signalisieren (ungefähr 200 Nukleotide lang). Die Polyadenylierungsreaktion liefert ein Signal für das Ende der Transkription und diese Reaktion endet ungefähr einige hundert Nukleotide stromabwärts von der Poly-A-Schwanzstelle.[8]

Alternatives Spleißen[edit]

Bei eukaryotischen Prä-mRNAs werden die Introns durch Spleißosomen aus kleinen nuklearen Ribonukleoproteinen herausgespleißt.[9][10]

In komplexen eukaryotischen Zellen kann ein primäres Transkript aufgrund alternativen Spleißens große Mengen reifer mRNAs herstellen. Alternatives Spleißen wird so reguliert, dass jede reife mRNA eine Vielzahl von Proteinen codieren kann.

Alternatives Spleißen des Primärtranskripts

Der Effekt des alternativen Spleißens bei der Genexpression kann bei komplexen Eukaryoten beobachtet werden, die eine feste Anzahl von Genen in ihrem Genom haben, jedoch eine viel größere Anzahl verschiedener Genprodukte produzieren.[8] Die meisten eukaryotischen Prä-mRNA-Transkripte enthalten mehrere Introns und Exons. Die verschiedenen möglichen Kombinationen von 5′- und 3′-Spleißstellen in einer Prä-mRNA können zu einer unterschiedlichen Exzision und Kombination von Exons führen, während die Introns aus der reifen mRNA eliminiert werden. Somit werden verschiedene Arten von reifen mRNAs erzeugt.[8] Alternatives Spleißen findet in einem großen Proteinkomplex statt, der als Spleißosom bezeichnet wird. Alternatives Spleißen ist entscheidend für die gewebespezifische und entwicklungsbedingte Regulation der Genexpression.[8] Alternatives Spleißen kann durch verschiedene Faktoren beeinflusst werden, einschließlich Mutationen wie der chromosomalen Translokation.

Bei Prokaryoten erfolgt das Spleißen durch autokatalytische Spaltung oder durch endolytische Spaltung. Autokatalytische Spaltungen, an denen keine Proteine ​​beteiligt sind, sind normalerweise Abschnitten vorbehalten, die für rRNA kodieren, während die endolytische Spaltung tRNA-Vorläufern entspricht.

Experimente[edit]

Eine Studie von Cindy L. Wills und Bruce J. Dolnick von der Abteilung für experimentelle Therapeutika am Roswell Park Memorial Institute in Buffalo, New York, und vom Programm für Zell- und Molekularbiologie an der Universität von Wisconsin in Madison, Wisconsin, wurde durchgeführt, um Zellularität zu verstehen Prozesse mit primären Transkripten. Die Forscher wollten verstehen, ob 5-Fluorouracil (FUra), ein Medikament, das für die Krebsbehandlung bekannt ist, die Prä-mRNA-Verarbeitung von Dihydrofolatreduktase (DHFR) und / oder die Stabilität der nuklearen mRNA in Methotrexat-resistenten KB-Zellen hemmt oder abschaltet. Eine langfristige Exposition gegenüber FUra hatte keinen Einfluss auf die Menge an DHFR-Prä-mRNA, die bestimmte Introns enthielt. Hierbei handelt es sich um Abschnitte der Prä-mRNA, die normalerweise als Teil der Verarbeitung aus der Sequenz herausgeschnitten werden. Die Spiegel der gesamten DHFR-mRNA nahmen jedoch in Zellen, die 1,0 & mgr; M FUra ausgesetzt waren, um das Zweifache ab. Es gab keine signifikante Änderung der Halbwertszeit, die sich auf die Zeit bezieht, die 50% der mRNA zum Zerfall benötigt, der gesamten DHFR-mRNA oder Prä-mRNA, die in Zellen beobachtet wurden, die FUra ausgesetzt waren. Und Markierungsexperimente mit nuklearer / zytoplasmatischer RNA zeigten, dass die Rate der Änderung der nuklearen DHFR-RNA zu zytoplasmatischer DHFR-mRNA in mit FUra behandelten Zellen abnahm. Diese Ergebnisse liefern weitere Beweise dafür, dass FUra bei der Verarbeitung von mRNA-Vorläufern helfen und / oder die Stabilität von nuklearer DHFR-mRNA beeinflussen kann.[11]

Judith Lengyel und Sheldon Penman von der Abteilung für Biologie am Massachusetts Institute of Technology (MIT) in Cambridge, Massachusetts, schrieben einen Artikel über eine Art von Primärtranskript, das an den Genen von zwei Dipteren oder Insekten mit zwei Flügeln beteiligt ist: Drosophila und Aedes. Der Artikel beschreibt, wie Forscher die primären hnRNA- oder im Grunde prä-mRNA-Transkripte in den beiden Arten von Insekten betrachteten. Die Größe von hnRNA-Transkripten und die Fraktion von hnRNA, die in Zelllinien oder Zellgruppen, die von einer einzelnen Zelle eines beliebigen Untersuchungsobjekts stammen, in mRNA umgewandelt wird Drosophila melanogaster und Aedes albopictus wurden verglichen. Beide Insekten sind Dipteren, aber Aedes hat ein größeres Genom als Drosophila. Dies bedeutet, dass Aedes mehr DNA hat, was mehr Gene bedeutet. Das Aedes Linie machen größere hnRNA als die Drosophila Linie, obwohl die beiden Zelllinien unter ähnlichen Bedingungen wuchsen und reife oder verarbeitete mRNA gleicher Größe und Sequenzkomplexität produzierten. Diese Daten legen nahe, dass die Größe der hnRNA mit zunehmender Genomgröße zunimmt, was offensichtlich von Aedes gezeigt wird.[12]

Ivo Melcak, Stepanka Melcakova, Vojtech Kopsky, Jaromıra Vecerova und Ivan Raska von der Abteilung für Zellbiologie am Institut für Experimentelle Medizin der Akademie der Wissenschaften der Tschechischen Republik in Prag untersuchten die Einflüsse von Kernflecken auf die Prä-mRNA. Kernflecken (Speckles) sind Teil der Zellkerne und mit Spleißfaktoren angereichert, die für ihre Beteiligung an der mRNA-Verarbeitung bekannt sind. Es hat sich gezeigt, dass Kernflecken benachbarte aktive Gene als Speicherorte für diese Spleißfaktoren dienen. In dieser Studie zeigten die Forscher, dass in HeLa-Zellen, die aus Zellen einer Person mit Gebärmutterhalskrebs stammen und sich für Experimente als nützlich erwiesen haben, die erste Gruppe von Spleißosomen auf Prä-mRNA von diesen Flecken stammt. Die Forscher verwendeten Mikroinjektionen von Spleißosomen-akzeptierenden und mutierten Adenovirus-Prä-mRNAs mit differentieller Spleißfaktorbindung, um verschiedene Gruppen zu bilden, und folgten dann den Stellen, an denen sie stark vorhanden waren. Spliceosomen-akzeptierende Prä-mRNAs wurden schnell in die Speckles gerichtet, aber das Targeting erwies sich als temperaturabhängig. Die Polypyrimidin-Traktsequenzen in mRNA fördern die Konstruktion von Spleißosomengruppen und sind für das Targeting erforderlich, allein waren jedoch nicht ausreichend. Die stromabwärts gelegenen flankierenden Sequenzen waren besonders wichtig für das Targeting der mutierten Prä-mRNAs in den Speckles. In unterstützenden Experimenten wurde das Verhalten der Speckles nach der Mikroinjektion von Antisense-Desoxyoligoribonukleotiden (komplementäre Sequenzen von DNA und / oder RNA zu einer bestimmten Sequenz) und in diesem Fall von spezifischen Sequenzen von snRNAs verfolgt. snRNAs sind dafür bekannt, auch bei der Verarbeitung von Prä-mRNA zu helfen. Unter diesen Bedingungen bildeten sich Spleißosomengruppen auf endogenen Prä-mRNAs. Die Forscher kamen zu dem Schluss, dass sich die Spleißosomengruppen auf mikroinjizierter Prä-mRNA innerhalb der Speckles bilden. Das Targeting und Aufbau von Prä-mRNA in den Speckles ist ein Ergebnis der Beladung der Prä-mRNA mit Spleißfaktoren, und die Spliceosomengruppen führten zu dem beobachteten Speckled-Muster.[13]

Verwandte Krankheiten[edit]

Die Forschung hat auch zu einem besseren Wissen über bestimmte Krankheiten geführt, die mit Veränderungen in primären Transkripten zusammenhängen. Eine Studie umfasste Östrogenrezeptoren und differentielles Spleißen. Der Artikel mit dem Titel “Alternatives Spleißen des Alpha-Primärtranskripts des menschlichen Östrogenrezeptors: Mechanismen des Überspringens von Exons” von Paola Ferro, Alessandra Forlani, Marco Muselli und Ulrich Pfeffer vom Labor für Molekulare Onkologie am Nationalen Krebsforschungsinstitut in Genua, Italien, erklärt dass 1785 Nukleotide der Region in der DNA, die für den Östrogenrezeptor alpha (ER-alpha) kodiert, über eine Region verteilt sind, die mehr als 300.000 Nukleotide im Primärtranskript enthält. Das Spleißen dieser Prä-mRNA führt häufig zu Varianten oder verschiedenen Arten der mRNA, denen ein oder mehrere Exons oder Regionen fehlen, die zur Codierung von Proteinen erforderlich sind. Diese Varianten wurden mit dem Fortschreiten des Brustkrebses in Verbindung gebracht.[14] Im Lebenszyklus von Retroviren wird provirale DNA in die Transkription der DNA der infizierten Zelle einbezogen. Da Retroviren ihre Prä-mRNA in DNA umwandeln müssen, damit diese DNA in die DNA des betroffenen Wirts integriert werden kann, ist die Bildung dieser DNA-Matrize ein entscheidender Schritt für die Replikation von Retroviren. Der Zelltyp, die Differenzierung oder der veränderte Zustand der Zelle und der physiologische Zustand der Zelle führen zu einer signifikanten Änderung der Verfügbarkeit und Aktivität bestimmter für die Transkription notwendiger Faktoren. Diese Variablen erzeugen einen weiten Bereich der viralen Genexpression. Beispielsweise enthalten Gewebekulturzellen, die aktiv infektiöse Virionen von Vogel- oder Mausleukämieviren (ASLV oder MLV) produzieren, so hohe Mengen an viraler RNA, dass 5–10% der mRNA in einer Zelle viralen Ursprungs sein können. Dies zeigt, dass die von diesen Retroviren produzierten primären Transkripte nicht immer dem normalen Weg zur Proteinproduktion folgen und sich wieder in DNA umwandeln, um sich zu vermehren und zu expandieren.[15]

Siehe auch[edit]

Verweise[edit]

  1. ^ ein b c T. Strachan; Andrew P. Read (Januar 2004). Humangenetik 3. Garland Science. S. 16–17. ISBN 978-0-8153-4184-0.
  2. ^ ein b Alberts B. “Molekularbiologie der Zelle”. NCBI (3. Aufl.). New York: Garland Science.
  3. ^ Griffiths AJ. “Eine Einführung in die genetische Analyse”. NCBI. New York: WH Freeman.
  4. ^ ein b c Scott F. Gilbert (15. Juli 2013). Entwicklungsbiologie. Sinauer Associates, Incorporated. S. 38–39, 50. ISBN 978-1-60535-173-5.
  5. ^ Brown TA. “Genome” (2. Aufl.). Oxford: Wiley-Liss.
  6. ^ Harvey Lodish (2008). Molekulare Zellbiologie. WH Freeman. S. 303–306. ISBN 978-0-7167-7601-7.
  7. ^ Motorhaube A, Grosso AR, Elkaoutari A, Coleno E, Presle A, Sridhara SC, Janbon G, Géli V, SF de Almeida, Palancade B (August 2017). “Introns schützen eukaryotische Genome vor transkriptionsassoziierter genetischer Instabilität”. Molekulare Zelle. 67 (4): 608–621.e6. doi:10.1016 / j.molcel.2017.07.002. PMID 28757210.
  8. ^ ein b c d e f G h ich j k Cooper GM. “Die Zelle: Ein molekularer Ansatz” (2. Aufl.). Sunderland (MA): Sinauer Associates; 2000.
  9. ^ Weaver, Robert F. (2005). MolekularbiologieS. 432-448. McGraw-Hill, New York, NY. ISBN 0-07-284611-9.
  10. ^ Wahl MC, Will CL, Lührmann R (Februar 2009). “Das Spleißosom: Konstruktionsprinzipien einer dynamischen RNP-Maschine”. Zelle. 136 (4): 701–18. doi:10.1016 / j.cell.2009.02.009. hdl:11858 / 00-001M-0000-000F-9EAB-8. PMID 19239890.
  11. ^ Will CL, Dolnick BJ (Dezember 1989). “5-Fluorouracil hemmt die mRNA-Verarbeitung von Dihydrofolatreduktase-Vorläufern und / oder die Stabilität der nuklearen mRNA in Methotrexat-resistenten KB-Zellen.” Das Journal of Biological Chemistry. 264 (35): 21413–21. PMID 2592384.
  12. ^ Lengyel J, Penman S. (Juli 1975). “Größe und Verarbeitung der hnRNA in Bezug auf den unterschiedlichen DNA-Gehalt in zwei Dipteren: Drosophila und Aedes”. Zelle. 5 (3): 281–90. doi:10.1016 / 0092-8674 (75) 90103-8. PMID 807333.
  13. ^ Melcák I., Melcáková S., Kopský V., Vecerová J., Raska I. (Februar 2001). “Prespliceosomale Assemblierung auf mikroinjizierter Vorläufer-mRNA findet in Kernflecken statt.”. Molekularbiologie der Zelle. 12 (2): 393–406. CiteSeerX 10.1.1.324.8865. doi:10.1091 / mbc.12.2.393. PMC 30951. PMID 11179423.
  14. ^ Ferro P., Forlani A., Muselli M., Pfeffer U. (September 2003). “Alternatives Spleißen des Alpha-Primärtranskripts des menschlichen Östrogenrezeptors: Mechanismen des Überspringens von Exons”. Internationale Zeitschrift für Molekulare Medizin. 12 (3): 355–63. PMID 12883652.
  15. ^ Coffin JM, Hughes SH, Varmus HE, Herausgeber. Retroviren. Cold Spring Harbor (NY): Laborpresse von Cold Spring Harbor; 1997. Erhältlich bei: https://www.ncbi.nlm.nih.gov/books/NBK19441/

Externe Links[edit]


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