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Enzymklasse, die den Abbau von RNA katalysiert

Ribonuklease (allgemein abgekürzt RNase) ist eine Art von Nuklease, die den Abbau von RNA in kleinere Komponenten katalysiert. Ribonukleasen können in Endoribonukleasen und Exoribonukleasen unterteilt werden und umfassen mehrere Unterklassen innerhalb der EC 2.7 (für die phosphorolytischen Enzyme) und 3.1 (für die hydrolytischen Enzyme) Enzymklassen.

Funktion[edit]

Alle untersuchten Organismen enthalten viele RNasen aus zwei verschiedenen Klassen, was zeigt, dass der RNA-Abbau ein sehr alter und wichtiger Prozess ist. Neben der Beseitigung nicht mehr benötigter zellulärer RNA spielen RNasen eine Schlüsselrolle bei der Reifung aller RNA-Moleküle, sowohl Messenger-RNAs, die genetisches Material zur Herstellung von Proteinen tragen, als auch nicht-kodierende RNAs, die in verschiedenen zellulären Prozessen funktionieren. Darüber hinaus sind aktive RNA-Abbausysteme die erste Abwehr gegen RNA-Viren und bilden die zugrunde liegende Maschinerie für fortgeschrittenere zelluläre Immunstrategien wie RNAi.

Einige Zellen sezernieren auch reichlich unspezifische RNasen wie A und T1. RNasen sind daher äußerst häufig, was zu einer sehr kurzen Lebensdauer von RNA führt, die sich nicht in einer geschützten Umgebung befindet. Es ist erwähnenswert, dass alle intrazellulären RNAs durch eine Reihe von Strategien vor RNase-Aktivität geschützt sind, einschließlich 5′-End-Capping, 3′-End-Polyadenylierung und Faltung innerhalb eines RNA-Proteinkomplexes (Ribonukleoproteinpartikel oder RNP).

Ein weiterer Schutzmechanismus ist Ribonukleaseinhibitor (RI), das in einigen Zelltypen einen relativ großen Anteil an zellulärem Protein (~ 0,1%) umfasst und an bestimmte Ribonukleasen mit der höchsten Affinität aller Protein-Protein-Wechselwirkungen bindet; Die Dissoziationskonstante für den RI-RNase A-Komplex beträgt unter physiologischen Bedingungen ~ 20 fM. RI wird in den meisten Labors verwendet, die RNA untersuchen, um ihre Proben vor dem Abbau durch RNasen in der Umwelt zu schützen.

Ähnlich wie Restriktionsenzyme, die hochspezifische Sequenzen doppelsträngiger DNA spalten, wurde kürzlich eine Vielzahl von Endoribonukleasen klassifiziert, die spezifische Sequenzen einzelsträngiger RNA erkennen und spalten.

RNasen spielen eine entscheidende Rolle bei vielen biologischen Prozessen, einschließlich Angiogenese und Selbstunverträglichkeit bei Blütenpflanzen (Angiospermen).[2][3] Es wurde gezeigt, dass viele Stressantworttoxine prokaryotischer Toxin-Antitoxin-Systeme RNase-Aktivität und Homologie aufweisen.[4]

Einstufung[edit]

Haupttypen von Endoribonukleasen[edit]

  • EG 3.1.27.5:: RNase A. ist eine RNase, die üblicherweise in der Forschung verwendet wird. RNase A (z.BRinderpankreas-Ribonuklease A: PDB: 2AAS) Ist eines der härtesten Enzyme im allgemeinen Laborgebrauch; Eine Methode zur Isolierung besteht darin, einen rohen Zellextrakt zu kochen, bis alle anderen Enzyme als RNase A denaturiert sind. Es ist spezifisch für einzelsträngige RNAs. Es spaltet das 3′-Ende ungepaarter C- und U-Reste und bildet schließlich über ein 2 ‘, 3′-cyclisches Monophosphat-Zwischenprodukt ein 3’-phosphoryliertes Produkt.[5] Für seine Aktivität sind keine Cofaktoren erforderlich [6]
  • EG 3.1.26.4:: RNase H. ist eine Ribonuklease, die die RNA in einem DNA / RNA-Duplex spaltet, um ssDNA zu produzieren. RNase H ist eine unspezifische Endonuklease und katalysiert die Spaltung von RNA über einen hydrolytischen Mechanismus, der von einem enzymgebundenen zweiwertigen Metallion unterstützt wird. RNase H hinterlässt ein 5′-phosphoryliertes Produkt.[7]
  • EG 3.1.26.3:: RNase III ist eine Art von Ribonuklease, die rRNA (16s rRNA und 23s rRNA) von transkribiertem polycistronischem RNA-Operon in Prokaryoten spaltet. Es verdaut auch Doppelstrang-RNA (dsRNA) -Dicer-Familie von RNAse, schneidet Prä-miRNA (60–70 bp lang) an einer bestimmten Stelle und transformiert sie in miRNA (22–30 bp), die aktiv an der Regulation von Transkription und Transkription beteiligt ist mRNA-Lebensdauer.
  • EG-Nummer 3.1.26 .- ??: RNase L. ist eine Interferon-induzierte Nuklease, die bei Aktivierung die gesamte RNA in der Zelle zerstört
  • EG 3.1.26.5:: RNase P. ist eine Art von Ribonuklease, die insofern einzigartig ist, als es sich um ein Ribozym handelt – eine Ribonukleinsäure, die wie ein Enzym als Katalysator wirkt. Eine seiner Funktionen besteht darin, eine Leadersequenz vom 5′-Ende einer gestrandeten Prä-tRNA abzuspalten. RNase P ist eines von zwei bekannten Ribozymen mit mehrfachem Umsatz in der Natur (das andere ist das Ribosom). In Bakterien ist RNase P auch für die katalytische Aktivität von Holoenzymen verantwortlich, die aus einem Apoenzym bestehen, das durch Kombination mit einem Coenzym ein aktives Enzymsystem bildet und die Spezifität dieses Systems für ein Substrat bestimmt. Kürzlich wurde eine Form von RNase P entdeckt, die ein Protein ist und keine RNA enthält.[8]
  • EG-Nummer 3.1. ??: RNase PhyM ist eine Sequenz, die für einzelsträngige RNAs spezifisch ist. Es spaltet das 3′-Ende ungepaarter A- und U-Reste.
  • EG 3.1.27.3:: RNase T1 ist eine Sequenz, die für einzelsträngige RNAs spezifisch ist. Es spaltet das 3′-Ende ungepaarter G-Reste.
  • EG 3.1.27.1:: RNase T2 ist eine Sequenz, die für einzelsträngige RNAs spezifisch ist. Es spaltet das 3′-Ende aller 4 Reste, vorzugsweise jedoch das 3′-Ende von As.
  • EG 3.1.27.4:: RNase U2 ist eine Sequenz, die für einzelsträngige RNAs spezifisch ist. Es spaltet das 3′-Ende ungepaarter A-Reste.
  • EG 3.1.27.8:: RNase V. ist spezifisch für Polyadenin und Polyuridin-RNA.
  • EG 3.1.26.12:: RNase E. ist eine Ribonuklease pflanzlichen Ursprungs, die die SOS-Reaktionen in Bakterien moduliert, um auf den Stress der DNA-Schädigung durch Aktivierung des SOS-Mechanismus durch den RecA / LexA-abhängigen Signaltransduktionsweg zu reagieren, der eine Vielzahl von Genen transkriptionell unterdrückt, die zum Transitstopp von führen Zellteilung sowie Initiierung der DNA-Reparatur. [9]
  • EG 3.1.26.-:: RNase G. Es ist an der Verarbeitung des 16′-Endes der 5s-rRNA beteiligt. Es hängt mit der Chromosomentrennung und der Zellteilung zusammen. Es wird als eine der Komponenten von zytoplasmatischen axialen Filamentbündeln angesehen. Es wird auch angenommen, dass es die Bildung dieser Struktur regulieren kann.[10]

Haupttypen von Exoribonukleasen[edit]

RNase-Spezifität[edit]

Das aktive Zentrum sieht aus wie ein Rift Valley, in dem alle Rückstände des aktiven Zentrums die Wand und den Boden des Tals bilden. Der Riss ist sehr dünn und das kleine Substrat passt perfekt in die Mitte des aktiven Zentrums, was eine perfekte Wechselwirkung mit den Rückständen ermöglicht. Es hat tatsächlich eine kleine Krümmung zu der Stelle, die das Substrat auch hat. Obwohl normalerweise die meisten Exo- und Endoribonukleasen nicht sequenzspezifisch sind, wurde kürzlich das CRISPR / Cas-System entwickelt, das DNA nativ erkennt und schneidet, um ssRNA auf sequenzspezifische Weise zu spalten.[11]

Die Extraktion von RNA in molekularbiologischen Experimenten wird durch das Vorhandensein allgegenwärtiger und robuster Ribonukleasen, die RNA-Proben abbauen, stark erschwert. Bestimmte RNasen können extrem robust sein und ihre Inaktivierung ist im Vergleich zur Neutralisierung von DNasen schwierig. Zusätzlich zu den freigesetzten zellulären RNasen gibt es mehrere RNasen, die in der Umgebung vorhanden sind. RNasen haben sich entwickelt, um viele extrazelluläre Funktionen in verschiedenen Organismen zu haben.[12][13][14] Beispielsweise wird RNase 7, ein Mitglied der RNase A-Superfamilie, von der menschlichen Haut sekretiert und dient als wirksame Antipathogenabwehr.[15][16] In diesen sekretierten RNasen ist die enzymatische RNase-Aktivität möglicherweise nicht einmal für ihre neue, angepasste Funktion erforderlich. Beispielsweise wirken Immun-RNasen durch Destabilisierung der Zellmembranen von Bakterien.[17][18]

Verweise[edit]

  1. ^ Noguchi S (Juli 2010). “Isomerisierungsmechanismus von Aspartat zu Isoaspartat, impliziert durch Strukturen der Ustilago sphaerogena-Ribonuklease U2, die mit Adenosin-3′-monophosphat komplexiert ist”. Acta Crystallographica D.. 66 (Pt 7): 843–9. doi:10.1107 / S0907444910019621. PMID 20606265.
  2. ^ Sporn MB, Roberts AB (6. Dezember 2012). Peptidwachstumsfaktoren und ihre Rezeptoren II. Springer Science & Business Media. p. 556. ISBN 978-3-642-74781-6.
  3. ^ Raghavan V (6. Dezember 2012). Entwicklungsbiologie von Blütenpflanzen. Springer Science & Business Media. p. 237. ISBN 978-1-4612-1234-8.
  4. ^ Ramage HR, Connolly LE, Cox JS (Dezember 2009). “Umfassende Funktionsanalyse von Mycobacterium tuberculosis-Toxin-Antitoxin-Systemen: Auswirkungen auf Pathogenese, Stressreaktionen und Evolution”. PLoS Genetics. 5 (12): e1000767. doi:10.1371 / journal.pgen.1000767. PMC 2781298. PMID 20011113.
  5. ^ Cuchillo CM, Nogués MV, Raines RT (September 2011). “Ribonuklease der Rinderpankreas: 50 Jahre des ersten enzymatischen Reaktionsmechanismus”. Biochemie. 50 (37): 7835–41. doi:10.1021 / bi201075b. PMC 3172371. PMID 21838247.
  6. ^ [1]
  7. ^ Nowotny M (Februar 2009). “Retrovirale Integrase-Superfamilie: die strukturelle Perspektive”. EMBO-Berichte. 10 (2): 144–51. doi:10.1038 / embor.2008.256. PMC 2637324. PMID 19165139.
  8. ^ Holzmann J., Frank P., Löffler E., Bennett KL, Gerner C., Rossmanith W. (Oktober 2008). “RNase P ohne RNA: Identifizierung und funktionelle Rekonstitution des humanen mitochondrialen tRNA-Prozessierungsenzyms”. Zelle. 135 (3): 462–74. doi:10.1016 / j.cell.2008.09.013. PMID 18984158.
  9. ^ Shamsher S. Kanwar *, Puranjan Mishra, Khem Raj Meena, Shruti Gupta und Rakesh Kumar, Ribonukleasen und ihre Anwendungen, 2016, Journal of Advanced Biotechnology and Bioengineering
  10. ^ Das cafA-Gen von Wachi M, Umitsuki G, Shimizu M, Takada A und Nagai K. Escherichia coli codiert eine neue RNase, die als RNase G bezeichnet wird und an der Verarbeitung des 5′-Endes von 16S-rRNA beteiligt ist. Biochem Biophys Res Commun. 1999; 259 (2): 483–488. doi: 10.1006 / bbrc.1999.0806
  11. ^ Tamulaitis G, Kazlauskiene M, Manakova E, Venclovas, Nwokeoji AO, Dickman MJ, Horvath P, Siksnys V (November 2014). Programmierbare RNA-Zerkleinerung durch das Typ III-A CRISPR-Cas-System von Streptococcus thermophilus. Molekulare Zelle. 56 (4): 506–17. doi:10.1016 / j.molcel.2014.09.027. PMID 25458845.CS1-Wartung: Verwendet den Autorenparameter (Link)
  12. ^ Rossier O., Dao J., Cianciotto NP (März 2009). “Eine vom Typ II sekretierte RNase von Legionella pneumophila ermöglicht eine optimale intrazelluläre Infektion von Hartmannella vermiformis.”. Mikrobiologie. 155 (Pt 3): 882–90. doi:10.1099 / mic.0.023218-0. PMC 2662391. PMID 19246759.
  13. ^ Luhtala N, Parker R (Mai 2010). “Ribonukleasen der T2-Familie: alte Enzyme mit unterschiedlichen Rollen”. Trends in den biochemischen Wissenschaften. 35 (5): 253–9. doi:10.1016 / j.tibs.2010.02.002. PMC 2888479. PMID 20189811.
  14. ^ Färber KD, Rosenberg HF (November 2006). “Die RNase ist eine Superfamilie: Erzeugung von Vielfalt und angeborene Wirtsabwehr” (PDF). Molekulare Vielfalt. 10 (4): 585–97. doi:10.1007 / s11030-006-9028-2. PMID 16969722.
  15. ^ Harder J, Schroder JM (November 2002). “RNase 7, ein neuartiges angeborenes antimikrobielles Immunabwehrprotein für gesunde menschliche Haut”. Das Journal of Biological Chemistry. 277 (48): 46779–84. doi:10.1074 / jbc.M207587200. PMID 12244054.
  16. ^ Köten B., Simanski M., Gläser R., Podschun R., Schröder J. M., Harder J. (Juli 2009). “RNase 7 trägt zur kutanen Abwehr gegen Enterococcus faecium bei”. PLUS EINS. 4 (7): e6424. doi:10.1371 / journal.pone.0006424. PMC 2712763. PMID 19641608.
  17. ^ Huang YC, Lin YM, Chang TW, Wu SJ, Lee YS, Chang MD, Chen C, Wu SH, Liao YD (Februar 2007). “Die flexiblen und geclusterten Lysinreste der menschlichen Ribonuklease 7 sind entscheidend für die Membranpermeabilität und die antimikrobielle Aktivität.”. Das Journal of Biological Chemistry. 282 (7): 4626–33. doi:10.1074 / jbc.M607321200. PMID 17150966.
  18. ^ Rosenberg HF (Mai 2008). “RNase A-Ribonukleasen und Wirtsabwehr: eine sich entwickelnde Geschichte”. Journal of Leukocyte Biology. 83 (5): 1079–87. doi:10.1189 / jlb.1107725. PMC 2692241. PMID 18211964.

Quellen[edit]

  • D’Alessio G und Riordan JF, Hrsg. (1997) Ribonukleasen: Strukturen und Funktionen, Akademische Presse.
  • Gerdes K, Christensen SK und Lobner-Olesen A (2005). “Prokaryotische Toxin-Antitoxin-Stressreaktionsorte”. Nat. Rev. Microbiol. (3) 371–382.

Externe Links[edit]