Lipolyse – Wikipedia

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Beispiel eines Triacylglycerins

Lipolyse ist der Stoffwechselweg, über den Lipidtriglyceride zu einem Glycerin und drei Fettsäuren hydrolysiert werden. Es wird verwendet, um gespeicherte Energie während des Fastens oder Trainings zu mobilisieren und kommt normalerweise in Fettadipozyten vor. Die Lipolyse wird durch verschiedene Hormone induziert, einschließlich Glucagon,[1]Adrenalin, Noradrenalin, Wachstumshormon, atriales natriuretisches Peptid, natriuretisches Peptid des Gehirns und Cortisol.[2]

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Table of Contents

Mechanismen[edit]

Beispiel eines Diacylglycerins

Beispiel eines Monoacylglycerins

Im Körper werden Fettspeicher als Fettgewebe bezeichnet. In diesen Bereichen werden intrazelluläre Triglyceride in zytoplasmatischen Lipidtröpfchen gespeichert. Wenn Lipasen phosphoryliert werden, können sie auf Lipidtröpfchen zugreifen und durch mehrere Hydrolyseschritte Triglyceride in Fettsäuren und Glycerin zerlegen. Jeder Hydrolyseschritt führt zur Entfernung einer Fettsäure. Der erste Schritt und der geschwindigkeitsbestimmende Schritt der Lipolyse werden durch Fetttriglyceridlipase (ATGL) durchgeführt. Dieses Enzym katalysiert die Hydrolyse von Triacylglycerin zu Diacylglycerin. Anschließend katalysiert hormonsensitive Lipase (HSL) die Hydrolyse von Diacylglycerin zu Monoacylglycerin und Monoacylglycerinlipase (MGL) katalysiert die Hydrolyse von Monoacylglycerin zu Glycerin.[3]

Perilipin 1A ist ein Schlüsselproteinregulator der Lipolyse im Fettgewebe. Wenn dieses Lipidtröpfchen-assoziierte Protein deaktiviert ist, verhindert es die Wechselwirkung von Lipasen mit Triglyceriden im Lipidtröpfchen und erfasst den ATGL-Co-Aktivator, vergleichende Genidentifikation 58 (CGI-58) (auch bekannt als ABHD5). Wenn Perilipin 1A durch PKA phosphoryliert wird, setzt es CGI-58 frei und beschleunigt das Andocken von phosphorylierten Lipasen an das Lipidtröpfchen.[4] CGI-58 kann durch PKA weiter phosphoryliert werden, um seine Ausbreitung im Zytoplasma zu unterstützen. Im Zytoplasma kann CGI-58 ATGL co-aktivieren.[5] Die ATGL-Aktivität wird auch durch den negativen Regulator der Lipolyse, das G0 / G1-Schaltergen 2 (G0S2), beeinflusst. Bei Expression wirkt G0S2 als kompetitiver Inhibitor bei der Bindung von CGI-58.[6] Das fettspezifische Protein 27 (FSP-27) (auch bekannt als CIDEC) ist auch ein negativer Regulator der Lipolyse. Die FSP-27-Expression korreliert negativ mit den ATGL-mRNA-Spiegeln.[7]

Verordnung[edit]

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Darstellung der Aktivierung der Lipolyse in einem Adipozyten. Durch hohen Adrenalinspiegel und niedrigen Insulinspiegel im Blut induziert, bindet Adrenalin an beta-adrenerge Rezeptoren auf der Zellmembran des Adipozyten, wodurch cAMP in der Zelle erzeugt wird.
Das cAMP aktiviert Proteinkinasen, die phosphorylieren und somit hormonsensitive Lipasen im Adipozyten aktivieren.
Diese Lipasen spalten freie Fettsäuren von ihrer Bindung an Glycerin im Lipidtröpfchen des Adipozyten ab.
Die freien Fettsäuren und das Glycerin werden dann ins Blut freigesetzt.
Die Aktivität der hormonsensitiven Lipase wird durch die zirkulierenden Hormone Insulin, Glucagon, Noradrenalin und Adrenalin reguliert.

Die Lipolyse kann durch die Bindung und Aktivierung von Proteinkinase A (PKA) durch cAMP reguliert werden. PKA kann Lipasen, Perilipin 1A und CGI-58 phosphorylieren, um die Lipolyserate zu erhöhen. Katecholamine binden an 7TM-Rezeptoren (G-Protein-gekoppelte Rezeptoren) auf der Adipozyten-Zellmembran, die die Adenylatcyclase aktivieren. Dies führt zu einer erhöhten Produktion von cAMP, das PKA aktiviert und zu einer erhöhten Lipolyserate führt. Trotz der lipolytischen Aktivität von Glucagon (die auch PKA stimuliert) in vitro ist die Rolle von Glucagon bei der Lipolyse in vivo umstritten.[8]

Insulin reguliert diesen Anstieg der Lipolyse entgegen, wenn es an Insulinrezeptoren auf der Adipozytenzellmembran bindet. Insulinrezeptoren aktivieren insulinähnliche Rezeptorsubstrate. Diese Substrate aktivieren Phosphoinositid-3-Kinasen (PI-3K), die dann die Proteinkinase B (PKB) (auch bekannt als Akt) phosphorylieren. PKB phosphoryliert anschließend Phosphodiesterase 3B (PD3B), die dann das durch Adenylatcyclase produzierte cAMP in 5’AMP umwandelt. Die resultierende Insulin-induzierte Verringerung der cAMP-Spiegel verringert die Lipolyserate.[9]

Insulin wirkt auch im Gehirn beim mediobasalen Hypothalamus. Dort unterdrückt es die Lipolyse und verringert den sympathischen Nervenabfluss in den Fettteil der Hirnsubstanz.[10] Die Regulation dieses Prozesses beinhaltet Wechselwirkungen zwischen Insulinrezeptoren und Gangliosiden, die in der neuronalen Zellmembran vorhanden sind.[11]

In Blut[edit]

Triglyceride werden durch Lipoproteine ​​wie Very-Low-Density-Lipoproteine ​​(VLDL) durch das Blut zu geeigneten Geweben (Fett, Muskel usw.) transportiert. Auf dem VLDL vorhandene Triglyceride werden durch die zellulären Lipasen des Zielgewebes einer Lipolyse unterzogen, wodurch Glycerin und freie Fettsäuren erhalten werden. Freie Fettsäuren, die ins Blut freigesetzt werden, stehen dann zur zellulären Aufnahme zur Verfügung.[12][self-published source?] Freie Fettsäuren, die nicht sofort von den Zellen aufgenommen werden, können an Albumin binden, um sie in umliegende Gewebe zu transportieren, die Energie benötigen. Serumalbumin ist der Hauptträger freier Fettsäuren im Blut.[13]

Das Glycerin gelangt ebenfalls in den Blutkreislauf und wird von der Leber oder Niere absorbiert, wo es vom Enzym Glycerinkinase in Glycerin-3-phosphat umgewandelt wird. Hepatisches Glycerin-3-phosphat wird hauptsächlich in Dihydroxyacetonphosphat (DHAP) und dann in Glycerinaldehyd-3-phosphat (GA3P) umgewandelt, um sich wieder dem Glykolyse- und Glukoneogenese-Weg anzuschließen.

Lipogenese[edit]

Während die Lipolyse eine Triglyceridhydrolyse ist (der Prozess, durch den Triglyceride abgebaut werden), ist die Veresterung der Prozess, durch den Triglyceride gebildet werden. Veresterung und Lipolyse sind im Wesentlichen Umkehrungen voneinander.[14]

Medizinische Verfahren[edit]

Die physikalische Lipolyse beinhaltet die Zerstörung von Fettzellen, die die Fetttröpfchen enthalten, und kann als Teil kosmetischer Körperformungsverfahren verwendet werden. Derzeit gibt es in der ästhetischen Medizin vier nicht-invasive Körperkonturierungstechniken zur Reduzierung von lokalisiertem subkutanem Fettgewebe zusätzlich zur standardmäßigen minimalinvasiven Fettabsaugung: Low-Level-Lasertherapie (LLLT), Kryolipolyse, Radiofrequenz (RF) und hochintensive Fokussierung Ultraschall (HIFU).[15][16]. Sie sind jedoch weniger wirksam mit kürzeren dauerhaften Vorteilen und können im Vergleich zur herkömmlichen chirurgischen Fettabsaugung oder Lipektomie erheblich geringere Fettmengen entfernen. Zukünftige Arzneimittelentwicklungen können jedoch möglicherweise mit kleineren Verfahren kombiniert werden, um das Endergebnis zu verbessern.

Verweise[edit]

  1. ^ Duncan, Robin E.; Ahmadian, Maryam; Jaworski, Kathy; Sarkadi-Nagy, Eszter; Sul, Hei Sook (August 2007). “Regulation der Lipolyse in Adipozyten”. Jahresrückblick auf die Ernährung. 27 (1): 79–101. doi:10.1146 / annurev.nutr.27.061406.093734. PMC 2885771. PMID 17313320.
  2. ^ Nielsen, TS; Jessen, N; Jørgensen, JO; Møller, N; Lund, S (Juni 2014). “Präparation der Fettgewebelipolyse: molekulare Regulation und Auswirkungen auf Stoffwechselerkrankungen”. Journal of Molecular Endocrinology. 52 (3): R199–222. doi:10.1530 / JME-13-0277. PMID 24577718.
  3. ^ Frühbeck, G; Méndez-Giménez, L; Fernández-Formoso, JA; Fernández, S; Rodríguez, A (Juni 2014). “Regulation der Adipozytenlipolyse”. Ernährungsforschung Bewertungen. 27 (1): 63–93. doi:10.1017 / S095442241400002X. PMID 24872083.
  4. ^ Itabe, H; Yamaguchi, T; Nimura, S; Sasabe, N (28. April 2017). “Perilipine: eine Vielfalt von intrazellulären Lipidtröpfchenproteinen”. Lipide in Gesundheit und Krankheit. 16 (1): 83. doi:10.1186 / s12944-017-0473-y. PMC 5410086. PMID 28454542.
  5. ^ Sahu-Osen, A; Montero-Moran, G; Schittmayer, M; Fritz, K; Dinh, A; Chang, YF; McMahon, D; Boeszoermenyi, A; Cornaciu, ich; Russell, D; Oberer, M; Carman, GM; Birner-Gruenberger, R; Brasaemle, DL (Januar 2015). CGI-58 / ABHD5 wird auf Ser239 durch Proteinkinase A phosphoryliert: Kontrolle der subzellulären Lokalisation. Journal of Lipid Research. 56 (1): 109–21. doi:10.1194 / jlr.M055004. PMC 4274058. PMID 25421061.
  6. ^ Cornaciu, ich; Boeszoermenyi, A; Lindermuth, H; Nagy, HM; Cerk, IK; Ebner, C; Salzburger, B; Gruber, A; Schweiger, M; Zechner, R; Lass, A; Zimmermann, R; Oberer, M (2011). “Die minimale Domäne der Fetttriglyceridlipase (ATGL) reicht bis Leucin 254 und kann durch CGI-58 bzw. G0S2 aktiviert und inhibiert werden.”. PLUS EINS. 6 (10): e26349. Bibcode:2011PLoSO … 626349C. doi:10.1371 / journal.pone.0026349. PMC 3198459. PMID 22039468.
  7. ^ Singh, M; Kaur, R; Lee, MJ; Pickering, RT; Sharma, VM; Puri, V; Kandror, KV (23. Mai 2014). Das fettspezifische Protein 27 hemmt die Lipolyse, indem es die hemmende Wirkung des Transkriptionsfaktors Egr1 auf die Transkription der Fetttriglyceridlipase erleichtert.. Das Journal of Biological Chemistry. 289 (21): 14481–7. doi:10.1074 / jbc.C114.563080. PMC 4031504. PMID 24742676.
  8. ^ Schmitz, Ole; Christiansen, Jens Sandahl; Jensen, Michael D.; Møller, Niels; Gravholt, Claus Højbjerg (1. Mai 2001). “Physiologische Glucagonspiegel beeinflussen die Lipolyse im abdominalen Fettgewebe nicht, wie durch Mikrodialyse festgestellt”. Das Journal of Clinical Endocrinology & Metabolism. 86 (5): 2085–2089. doi:10.1210 / jcem.86.5.7460. ISSN 0021-972X. PMID 11344211.
  9. ^ Jocken, JW; Blaak, EE (23. Mai 2008). “Katecholamin-induzierte Lipolyse in Fettgewebe und Skelettmuskel bei Fettleibigkeit”. Physiologie & Verhalten. 94 (2): 219–30. doi:10.1016 / j.physbeh.2008.01.002. PMID 18262211. S2CID 28173901.
  10. ^ Scherer T.; O’Hare J.; Diggs-Andrews K.; Schweizer M.; Überprüfen Sie B.; Lindner C.; et al. (1. Februar 2011). “Gehirninsulin kontrolliert Fettgewebe-Lipolyse und Lipogenese”. Zellstoffwechsel. 13 (2): 183–194. doi:10.1016 / j.cmet.2011.01.008. PMC 3061443. PMID 21284985.
  11. ^ Herzer, Silke; Meldner, Sascha; Gröne, Hermann-Josef; Nordström, Bratsche (1. Oktober 2015). “Fasteninduzierte Lipolyse und hypothalamisches Insulinsignal werden durch neuronale Glucosylceramidsynthase reguliert” (PDF). Diabetes. 64 (10): 3363–3376. doi:10.2337 / db14-1726. ISSN 0012-1797. PMID 26038579.
  12. ^ König Michael W. “Oxidation von Fettsäuren”. Archiviert von das Original am 14. Januar 2016. Abgerufen 9. April 2012.[self-published source]
  13. ^ Tom Brody, Ernährungsbiochemie, (Academic Press, 2. Auflage 1999), 215-216. ISBN 0121348369
  14. ^ Baldwin, Kenneth David Sutherland; Brooks, George H.; Fahey, Thomas D. (2005). Bewegungsphysiologie: Bioenergetik des Menschen und ihre Anwendungen. New York: McGraw-Hill. ISBN 978-0-07-255642-1.[page needed]
  15. ^ Kennedy, J.; Verne, S.; Griffith, R.; Falto-Aizpurua, L.; Nouri, K. (2015). “Nicht-invasive subkutane Fettreduktion: Eine Überprüfung”. Zeitschrift der Europäischen Akademie für Dermatologie und Venerologie. 29 (9): 1679–88. doi:10.1111 / jdv.12994. PMID 25664493. S2CID 40858507.
  16. ^ Mulholland, R. Stephen; Paul, Malcolm D.; Chalfoun, Charbel (2011). “Nichtinvasive Körperkonturierung mit Hochfrequenz, Ultraschall, Kryolipolyse und Low-Level-Lasertherapie”. Kliniken für Plastische Chirurgie. 38 (3): 503–20, vii – iii. doi:10.1016 / j.cps.2011.05.002. PMID 21824546.

Externe Links[edit]


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