Chloridkanal – Wikipedia

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Chloridkanäle sind eine Superfamilie von schlecht verstandenen Ionenkanälen, die für Chlorid spezifisch sind. Diese Kanäle können viele verschiedene Ionen leiten, werden jedoch wegen ihrer Konzentration nach Chlorid benannt in vivo ist viel höher als andere Anionen.[1] Beim Menschen wurden mehrere Familien von spannungsgesteuerten Kanälen und ligandengesteuerten Kanälen (z. B. die CaCC-Familien) charakterisiert.

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Spannungsgesteuerte Chloridkanäle spielen eine Vielzahl wichtiger physiologischer und zellulärer Rollen, darunter die Regulierung des pH-Werts, die Volumenhomöostase, der Transport organischer gelöster Stoffe, die Zellmigration, die Zellproliferation und die Differenzierung. Basierend auf der Sequenzhomologie können die Chloridkanäle in eine Reihe von Gruppen unterteilt werden.

Allgemeine Funktionen[edit]

Spannungsgesteuerte Chloridkanäle sind wichtig, um das Membranpotential der Zellruhe einzustellen und das richtige Zellvolumen aufrechtzuerhalten. Diese Kanäle leiten Cl– –
 oder andere Anionen wie HCO– –
3, ICH– –
, SCN– –
, und nein– –
3. Die Struktur dieser Kanäle ist nicht wie bei anderen bekannten Kanälen. Die Chloridkanaluntereinheiten enthalten zwischen 1 und 12 Transmembransegmente. Einige Chloridkanäle werden nur durch Spannung aktiviert (dh spannungsgesteuert), während andere durch aktiviert werden Ca.2+, andere extrazelluläre Liganden oder pH.[2]

CLC-Familie[edit]

Die CLC-Familie der Chloridkanäle enthält 10 oder 12 Transmembranhelices. Jedes Protein bildet eine einzelne Pore. Es wurde gezeigt, dass einige Mitglieder dieser Familie Homodimere bilden. In Bezug auf die Primärstruktur sind sie nicht mit bekannten Kationenkanälen oder anderen Arten von Anionenkanälen verwandt. Drei CLC-Unterfamilien werden in Tieren gefunden. CLCN1 ist an der Einstellung und Wiederherstellung des Ruhemembranpotentials des Skelettmuskels beteiligt, während andere Kanäle eine wichtige Rolle bei den Konzentrationsmechanismen gelöster Stoffe in der Niere spielen.[3] Diese Proteine ​​enthalten zwei CBS-Domänen. Chloridkanäle sind auch wichtig für die Aufrechterhaltung sicherer Ionenkonzentrationen in Pflanzenzellen.[4]

Struktur und Mechanismus[edit]

Die CLC-Kanalstruktur wurde noch nicht aufgelöst, die Struktur der CLC-Austauscher wurde jedoch durch Röntgenkristallographie aufgelöst. Da die Primärstruktur der Kanäle und Austauscher so ähnlich ist, basieren die meisten Annahmen über die Struktur der Kanäle auf der für die Bakterienaustauscher festgelegten Struktur.[5]

Eine Comic-Darstellung eines CLC-Chloridkanals. Die Pfeile geben die Ausrichtung jeder Hälfte der einzelnen Untereinheit an. Jeder CLC-Kanal wird aus zwei Monomeren gebildet, wobei jedes Monomer die antiparallele Transmembrandomäne enthält. Jedes Monomer hat seine eigene Pore, durch die Chlorid und andere Anionen geleitet werden können.

Jeder Kanal oder Austauscher besteht aus zwei ähnlichen Untereinheiten – einem Dimer – jede Untereinheit enthält eine Pore. Die Proteine ​​werden aus zwei Kopien desselben Proteins – einem Homodimer – gebildet, obwohl Wissenschaftler Untereinheiten aus verschiedenen Kanälen künstlich kombiniert haben, um Heterodimere zu bilden. Jede Untereinheit bindet Ionen unabhängig von der anderen, was bedeutet, dass Leitung oder Austausch unabhängig in jeder Untereinheit stattfinden.[3]

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Eine Comic-Darstellung eines CLC-Kanalmonomers. Zwei dieser Untereinheiten bilden zusammen den CLC-Kanal. Jedes Monomer hat drei Bindungsstellen für Anionen, Sext, Scen und Sint. Die beiden CBS-Domänen binden Adenosinnukleotide, um die Kanalfunktion zu verändern

Jede Untereinheit besteht aus zwei verwandten Hälften, die in entgegengesetzte Richtungen ausgerichtet sind und eine “antiparallele” Struktur bilden. Diese Hälften bilden zusammen die Anionenporen.[5] Die Pore hat einen Filter, durch den Chlorid und andere Anionen gelangen können, aber sonst wenig durchlassen. Diese wassergefüllten Poren filtern Anionen über drei Bindungsstellen – S.int, S.cenund S.ext– die Chlorid und andere Anionen binden. Die Namen dieser Bindungsstellen entsprechen ihren Positionen innerhalb der Membran. S.int ist intrazellulärer Flüssigkeit ausgesetzt, S.cen liegt innerhalb der Membran oder in der Mitte des Filters und S.ext ist extrazellulärer Flüssigkeit ausgesetzt.[4] Jede Bindungsstelle bindet gleichzeitig verschiedene Chloridanionen. In den Austauschern interagieren diese Chloridionen aufgrund kompensierender Wechselwirkungen mit dem Protein nicht stark miteinander. In den Kanälen schützt das Protein Chloridionen an einer Bindungsstelle nicht vor den benachbarten negativ geladenen Chloriden.[6] Jede negative Ladung übt eine Abstoßungskraft auf die daneben liegenden negativen Ladungen aus. Forscher haben vorgeschlagen, dass diese gegenseitige Abstoßung zur hohen Leitungsrate durch die Pore beiträgt.[5]

CLC Transporter Shuttle H.+ über die Membran. Die H.+ Der Weg in CLC-Transportern verwendet zwei Glutamatreste – einen auf der extrazellulären Seite, GluExund eine auf der intrazellulären Seite, Gluim. GluEx dient auch zur Regulierung des Chloridaustauschs zwischen dem Protein und der extrazellulären Lösung. Dies bedeutet, dass das Chlorid und das Proton auf der extrazellulären Seite einen gemeinsamen Weg teilen, auf der intrazellulären Seite jedoch voneinander abweichen.[6]

CLC-Kanäle sind auch von H abhängig+, aber eher zum Gating als zu Cl– – Austausch. Anstatt Gradienten zum Austausch von zwei Cl zu verwenden– – für einen H.+transportieren die CLC-Kanäle ein H.+ während gleichzeitig Millionen von Anionen transportiert werden.[6] Dies entspricht einem Zyklus des langsamen Gates.

Eukaryotische CLC-Kanäle enthalten auch cytoplasmatische Domänen. Diese Domänen haben ein Paar CBS-Motive, deren Funktion noch nicht vollständig charakterisiert ist.[5] Obwohl die genaue Funktion dieser Domänen nicht vollständig charakterisiert ist, wird ihre Bedeutung durch die Pathologien veranschaulicht, die sich aus ihrer Mutation ergeben. Die Thomsen-Krankheit, die Dent-Krankheit, die maligne Osteopetrose bei Kindern und das Bartter-Syndrom sind genetische Störungen aufgrund solcher Mutationen.

Mindestens eine Rolle der cytoplasmatischen CBS-Domänen betrifft die Regulation über Adenosinnukleotide. Bestimmte CLC-Transporter und -Proteine ​​haben eine modulierte Aktivität, wenn sie an den CBS-Domänen mit ATP, ADP, AMP oder Adenosin gebunden sind. Der spezifische Effekt ist für jedes Protein einzigartig, aber die Implikation ist, dass bestimmte CLC-Transporter und -Proteine ​​für den Stoffwechselzustand der Zelle empfindlich sind.[6]

Selektivität[edit]

Die S.cen fungiert als primärer Selektivitätsfilter für die meisten CLC-Proteine ​​und ermöglicht den Durchgang der folgenden Anionen von den am meisten ausgewählten bis zu den am wenigsten ausgewählten: SCN– –, Cl– –, Br– –, NEIN– –
3, ICH– –. Ändern eines Serinrests am Selektivitätsfilter, markiert mit Sercenzu einer anderen Aminosäure verändert die Selektivität.[6]

Gating und Kinetik[edit]

Das Gating erfolgt über zwei Mechanismen: Protopore oder schnelles Gating und gemeinsames oder langsames Gating. Beim gemeinsamen Gating schließen beide Proteinuntereinheiten gleichzeitig ihre Poren (Kooperation), während beim Protoporen-Gating jede Pore unabhängig voneinander geöffnet und geschlossen wird.[5] Wie die Namen andeuten, erfolgt ein schnelles Gating viel schneller als ein langsames Gating. Genaue molekulare Mechanismen für das Gating werden noch untersucht.

Bei geschlossenen Kanälen dringen für die Kanäle keine Ionen durch die Pore. Wenn das langsame Tor geöffnet ist, öffnen sich die schnellen Tore spontan und unabhängig voneinander. Somit könnte das Protein beide Tore offen oder beide Tore geschlossen haben oder nur eines der beiden Tore offen haben. Einkanal-Patch-Clamp-Studien zeigten diese biophysikalische Eigenschaft, noch bevor die Doppelporenstruktur von CLC-Kanälen aufgelöst worden war. Jedes schnelle Gate öffnet sich unabhängig vom anderen und die während dieser Studien gemessene Ionenleitfähigkeit spiegelt eine Binomialverteilung wider.[3]

H.+ Der Transport fördert das Öffnen des gemeinsamen Gates in CLC-Kanälen. Für jedes Öffnen und Schließen des gemeinsamen Tors wird ein H.+ wird über die Membran transportiert. Das gemeinsame Gate wird auch durch die Bindung von Adenosinnukleotiden an die intrazellulären CBS-Domänen beeinflusst. Die Hemmung oder Aktivierung des Proteins durch diese Domänen ist für jedes Protein spezifisch.[6]

Funktion[edit]

Die CLC-Kanäle lassen Chlorid im geöffneten Zustand seinen elektrochemischen Gradienten hinunterfließen. Diese Kanäle werden auf der Zellmembran exprimiert. CLC-Kanäle tragen zur Erregbarkeit dieser Membranen sowie zum Transport von Ionen durch die Membran bei.[3]

Die CLC-Austauscher sind in intrazellulären Komponenten wie Endosomen oder Lysosomen lokalisiert und helfen, den pH-Wert ihrer Kompartimente zu regulieren.[3]

Pathologie[edit]

Das Bartter-Syndrom, das mit Nierensalzverschwendung und hypokaliämischer Alkalose verbunden ist, ist auf den fehlerhaften Transport von Chloridionen und assoziierten Ionen in der dicken aufsteigenden Henle-Schleife zurückzuführen. CLCNKB wurde beteiligt.[7]

Eine weitere Erbkrankheit, die die Nierenorgane betrifft, ist die Dent-Krankheit, die durch niedermolekulare Proteinurie und Hypercalciurie gekennzeichnet ist, an denen Mutationen in CLCN5 beteiligt sind.[7]

Die Thomsen-Krankheit ist mit dominanten Mutationen und die Becker-Krankheit mit rezessiven Mutationen in CLCN1 assoziiert.[7]

Gene[edit]

E-ClC-Familie[edit]

Mitglieder von Familie der epithelialen Chloridkanäle (E-ClC) (TC # 1.A.13) katalysieren den bidirektionalen Transport von Chloridionen. Säugetiere haben mehrere Isoformen (mindestens 6 verschiedene Genprodukte plus Spleißvarianten) von epithelialen Chloridkanalproteinen, die in der Chloridkanalzubehör (CLCA) Familie.[8] Das erste Mitglied dieser Familie, das charakterisiert wurde, war ein respiratorisches Epithel, Ca.2+-reguliertes Chloridkanalprotein, isoliert aus apikalen Rindertrachealmembranen.[9] Es wurde biochemisch als 140 kDa-Komplex charakterisiert. Das Rinder-EClC-Protein hat 903 Aminosäuren und vier mutmaßliche Transmembransegmente. Der gereinigte Komplex verhielt sich bei Rekonstitution in einer planaren Lipiddoppelschicht wie ein anionenselektiver Kanal.[10] Es wurde von Ca reguliert2+ über einen Calmodulinkinase II-abhängigen Mechanismus. Entfernte Homologe können in Pflanzen, Ciliaten und Bakterien vorhanden sein. Synechocystis und Escherichia coliDaher haben zumindest einige Domänen innerhalb der Proteine ​​der E-ClC-Familie einen alten Ursprung.

Gene[edit]

CLIC-Familie[edit]

Das Chloride Intracellular Ion Channel (CLIC) -Familie (TC # 1.A.12) besteht aus sechs konservierten Proteinen beim Menschen (CLIC1, CLIC2, CLIC3, CLIC4, CLIC5, CLIC6). Mitglieder existieren sowohl als monomer lösliche Proteine ​​als auch als integrale Membranproteine, wo sie als chloridselektive Ionenkanäle fungieren. Es wird angenommen, dass diese Proteine ​​bei der Regulierung des Membranpotentials sowie bei der Absorption und Sekretion von transepithelialen Ionen in der Niere eine Rolle spielen.[11] Sie sind Mitglied der Glutathion-S-Transferase (GST) -Superfamilie.

Struktur[edit]

Sie besitzen ein oder zwei mutmaßliche Transmembran-α-Helix-Segmente (TMS). Das Rinder-p64-Protein hat eine Länge von 437 Aminoacylresten und weist die beiden mutmaßlichen TMS an den Positionen 223-239 und 367-385 auf. Die N- und C-Termini sind zytoplasmatisch und die große zentrale Lumenschleife kann glykosyliert sein. Das humane Kernprotein (CLIC1 oder NCC27) ist viel kleiner (241 Reste) und hat nur ein mutmaßliches TMS an den Positionen 30-36. Es ist homolog zur zweiten Hälfte von p64.

Strukturstudien zeigten, dass CLIC-Proteine ​​in löslicher Form eine GST-Faltung annehmen, wobei ein aktives Zentrum ein konserviertes Glutaredoxin-Monothiol-Motiv aufweist, ähnlich den GSTs der Omega-Klasse. Al Khamici et al. zeigten, dass CLIC-Proteine ​​eine Glutaredoxin-ähnliche Glutathion-abhängige enzymatische Oxidoreduktase-Aktivität aufweisen.[12] Die CLICs 1, 2 und 4 zeigen eine typische Glutaredoxin-ähnliche Aktivität unter Verwendung von 2-Hydroxyethylendisulfid als Substrat. Diese Aktivität kann die CLIC-Ionenkanalfunktion regulieren.[12]

Transportreaktion[edit]

Die verallgemeinerte Transportreaktion, von der angenommen wird, dass sie katalysierte Chloridkanäle sind, ist:

Cl– – (Zytoplasma) → Cl– – (intraorganellarer Raum)

CFTR ist ein Chloridkanal, der zur Superfamilie der ABC-Transporter gehört. Jeder Kanal hat zwei Transmembrandomänen und zwei Nukleotidbindungsdomänen. Die ATP-Bindung an beide Nukleotidbindungsdomänen bewirkt, dass Änderungen dieser Domänen assoziiert werden, was ferner Änderungen verursacht, die die Ionenporen öffnen. Wenn ATP hydrolysiert wird, dissoziieren die Nukleotidbindungsdomänen wieder und die Pore schließt sich.[13]

Pathologie[edit]

Mukoviszidose wird durch Mutationen im CFTR-Gen auf Chromosom 7 verursacht, wobei die häufigste Mutation deltaF508 ist (eine Deletion eines Codons, das für Phenylalanin kodiert und die 508. Aminosäureposition im normalen CFTR-Polypeptid einnimmt). Jede dieser Mutationen kann die ordnungsgemäße Faltung des Proteins verhindern und dessen nachfolgenden Abbau induzieren, was zu einer verringerten Anzahl von Chloridkanälen im Körper führt.[citation needed] Dies führt zu Schleimbildung im Körper und chronischen Infektionen.[13]

Andere Chloridkanäle und Familien[edit]

Verweise[edit]

  1. ^ Jentsch TJ, Stein V, Weinreich F, Zdebik AA (April 2002). “Molekülstruktur und physiologische Funktion von Chloridkanälen”. Physiologische Bewertungen. 82 (2): 503–68. doi:10.1152 / physrev.00029.2001. PMID 11917096.
  2. ^ Suzuki M., Morita T., Iwamoto T. (Januar 2006). “Vielfalt der Cl (-) Kanäle”. Zelluläre und molekulare Biowissenschaften. 63 (1): 12–24. doi:10.1007 / s00018-005-5336-4. PMC 2792346. PMID 16314923.
  3. ^ ein b c d e Stölting G, Fischer M, Fahlke C (Januar 2014). “CLC-Kanalfunktion und Funktionsstörung bei Gesundheit und Krankheit”. Grenzen in der Physiologie. 5: 378. doi:10.3389 / fphys.2014.00378. PMC 4188032. PMID 25339907.
  4. ^ Li WY, Wong FL, Tsai SN, Phang TH, Shao G, Lam HM (Juni 2006). “Tonoplasten-lokalisiertes GmCLC1 und GmNHX1 aus Sojabohnen verbessern die NaCl-Toleranz in transgenen hellgelben (BY) -2-Zellen”. Pflanze, Zelle & Umwelt. 29 (6): 1122–37. doi:10.1111 / j.1365-3040.2005.01487.x. PMID 17080938.
  5. ^ ein b c d e Dutzler R (Juni 2007). “Eine strukturelle Perspektive auf die ClC-Kanal- und Transporterfunktion”. FEBS Briefe. 581 (15): 2839–44. doi:10.1016 / j.febslet.2007.04.016. PMID 17452037. S2CID 6365004.
  6. ^ ein b c d e f Accardi A, Picollo A (August 2010). “CLC-Kanäle und Transporter: Proteine ​​mit Grenzpersönlichkeiten”. Biochimica et Biophysica Acta (BBA) – Biomembranen. 1798 (8): 1457–64. doi:10.1016 / j.bbamem.2010.02.022. PMC 2885512. PMID 20188062.
  7. ^ ein b c Planells-Fälle R, Jentsch TJ (März 2009). “Chloridkanalopathien” (PDF). Biochimica et Biophysica Acta (BBA) – Molekulare Grundlagen von Krankheiten. 1792 (3): 173–89. doi:10.1016 / j.bbadis.2009.02.002. PMID 19708126.
  8. ^ Evans SR, Thoreson WB, Beck CL (Oktober 2004). “Molekulare und funktionelle Analysen von zwei neuen Mitgliedern der Calcium-aktivierten Chloridkanalfamilie aus Mausauge und Darm”. Das Journal of Biological Chemistry. 279 (40): 41792–800. doi:10.1074 / jbc.M408354200. PMC 1383427. PMID 15284223.
  9. ^ Agnel M., Vermat T., Culouscou J. M. (Juli 1999). “Identifizierung von drei neuen Mitgliedern der Familie der Calcium-abhängigen Chloridkanäle (CaCC), die überwiegend im Verdauungstrakt und in der Luftröhre exprimiert werden”. FEBS Briefe. 455 (3): 295–301. doi:10.1016 / s0014-5793 (99) 00891-1. PMID 10437792. S2CID 82094058.
  10. ^ Brunetti E, Filice C (Juni 1996). “Perkutane Aspiration bei der Behandlung von hydatiden Leberzysten”. Darm. 38 (6): 936. doi:10.1136 / gut.38.6.936. PMC 1383206. PMID 8984037.
  11. ^ Singh H, Ashley RH (2007-02-01). “CLIC4 (p64H1) und seine mutmaßliche Transmembrandomäne bilden schlecht selektive, redoxregulierte Ionenkanäle”. Molekulare Membranbiologie. 24 (1): 41–52. doi:10.1080 / 09687860600927907. PMID 17453412. S2CID 9986497.
  12. ^ ein b Al Khamici H., Brown LJ, Hossain KR, Hudson AL, Sinclair-Burton AA, Ng JP, Daniel EL, Hare JE, Cornell BA, Curmi PM, Davey MW, Valenzuela SM (2015-01-01). “Mitglieder der intrazellulären Chlorid-Ionenkanal-Proteinfamilie zeigen eine Glutaredoxin-ähnliche enzymatische Aktivität”. PLUS EINS. 10 (1): e115699. doi:10.1371 / journal.pone.0115699. PMC 4291220. PMID 25581026.
  13. ^ ein b Gadsby DC, Vergani P., Csanády L. (März 2006). “Das ABC-Protein wurde zum Chloridkanal, dessen Versagen Mukoviszidose verursacht.”. Natur. 440 (7083): 477–83. doi:10.1038 / nature04712. PMC 2720541. PMID 16554808.

Weiterführende Literatur[edit]

Externe Links[edit]

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